De Onderzoekers bij de Universiteit van Illinois hebben een methode ontwikkeld om zoogdierneuronen in kamers niet veel te cultiveren groter dan de neuronen zelf.
De nieuwe benadering breidt de levensduur van de neuronen bij zeer lage dichtheid uit, een essentiële stap naar het ontwikkelen van een methode om de groei en het gedrag van individuele hersenencellen te bestuderen.
De techniek wordt beschreven deze maand in het dagboek van de Koninklijke Maatschappij van Chemie - Laboratorium op een Spaander.
„Dit het vinden zal zeer positief begroet worden door de neurologiegemeenschap,“ bovengenoemde Martha Gillette, die een auteur op de studie en het hoofd van de cel en ontwikkelingsbiologieafdeling in Illinois is. „Dit duwt de grenzen van wat u met neuronen in cultuur kunt doen.“
Het Kweken van haalbare zoogdierneuronen bij lage dichtheid in een kunstmatig milieu is geen gemakkelijke taak. Het Gebruiken van postnatale neuronen voegt slechts aan de uitdaging, bovengenoemd toe Gillette, omdat deze cellen voor milieuvoorwaarden uiterst gevoelig zijn.
Alle neuronen baseren zich op een regelmatige levering van proteïnen en andere „trofische factoren“ huidig in de extracellulaire vloeistof. Deze factoren worden afgescheiden door de neuronen zelf of door steuncellen, zoals glia. Vandaar dat neigen de neuronen om beste te doen wanneer gekweekt bij hoogte - dichtheid en in aanwezigheid van andere hersenencellen. Maar een dicht of complex mengsel van cellen compliceert de taak om het gedrag van individuele neuronen te kenmerken.
Één techniek om neurale culturen levend te houden moet de cellen in een middel kweken dat serum, of bloedplasma bevat. Dit verhoogt de uitvoerbaarheid van cellen bij lage dichtheid worden gekweekt, maar het „vervuilt ook“ de cultuur, die het moeilijk maken om te bepalen welke substanties door de cellen werden geproduceerd en welke uit het serum dat kwam.
Die die de cellulaire oorsprong van trofische factoren in de hersenen hopen zouden te begrijpen van een techniek profiteren die hen toestaat om de chemische output van individuele cellen te meten. Het onderzoekteam boekte vooruitgang naar dit doel door een paar zeer belangrijke hindernissen te richten.
Eerst die, verlaagden de onderzoekers de grootte van de fluid-filled kamers worden gebruikt om de cellen te houden. Maakte de gediplomeerde student Matthew Stewart van de Chemie de kleine kamers uit een gevormd gel van polydimethylsiloxane (PDMS). De verminderde kamergrootte verminderde - door verscheidene grootteordes - ook de hoeveelheid vloeistof rond de cellen, het bovengenoemde Centrum van de Biotechnologie directeur Jonathan Sweedler, een auteur op de studie. Deze „miniaturisatie van experimentele architectuur zal“ het gemakkelijker maken om de substanties te identificeren en te meten die door de cellen worden vrijgegeven, omdat deze „releasates“ minder verdund zijn.
„Als u de muren binnen brengt en u een milieu maakt dat wordt cel-gerangschikt, zijn de kanalen nu dusdanig dat u releasates aan fysiologische concentraties, zelfs op het niveau van single cell beperkt,“ bovengenoemde Sweedler.
Ten Tweede die, verhoogden de onderzoekers de zuiverheid van het materiaal wordt gebruikt om de kamers te vormen. De Cel en de ontwikkelingsGierst van Larry van de biologie gediplomeerde student stelden PDMS aan een reeks chemische baden bloot om onzuiverheden te halen die de cellen doodden.
De Gierst ontwikkelde ook een methode om de neuronen met serum-free media geleidelijk aan te doortrekken, een techniek die uitgeputte voedingsmiddelen opnieuw bevoorraadt en cellulaire afvalprodukten verwijdert. De perfusietechniek staat ook de onderzoekers toe om andere cellulaire afscheidingen te verzamelen en te analyseren - een sleutel aan het identificeren van de biochemische bijdragen van individuele cellen.